Punción venosa

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO industrial y de servicios No 199

Marisol Sebastián Rendón

Laboratorista Clínico

Practica No 2

"Realizar Biometría Hemática"

4 "DM"

Dr. Vicente Martínez Fragoso

Objetivo:

tomar una muestra de sangre en la parte venosa, tomando en cuenta todas la precauciones devidas, con el procedimiento correcto con el fin de aprender a realizar esta tecnica hasta hacerla de una forma adecuada para ello se necesita desribirla, experimentarla y practicarla, asi como tambien saber en que casos se necesita este tipo de muestra

Introduccion:
la punción venosa es la accion de introducir una aguja en una vena para así acceder al torrente sanguineo, de la estracción de sangre se realizan analisis los cuales pueden ser de rutina para ayudar al diagnostico de enfermedades o al contro de salud

Fundamento:

Las 2 fuentes de sangre para el estudio en el laboratorio de Hematología son la sangre venosa y la capilar, aunque es posible que se requiera sangre arterial para realizar procedimientos como el análisis de gases sanguíneos, éste procedimiento no suele realizarse en el laboratorio de hematología

Ventajas de una extracción de sangre venosa

Ø  Pueden hacerse repetidos exámenes con la misma muestra.

Ø  Parte de la muestra (plasma o suero) puede congelarse para referencia futura.

Desventajas de una extracción de sangre venosa

Ø  La punción venosa, por su largo procedimiento, requiere mayor preparación que el método capilar.

Ø  El método es técnicamente difícil en niños, individuos obesos y pacientes en shock.

Ø  La hemólisis debe ser evitada, pues se puede obtener una disminución en el recuento de eritrocitos.

Ø  Debe evitarse prolongada estasis venosa producida por el torniquete, pues produce hemólisis y otros cambios que ponen la sangre en un estado inadecuado para el análisis de gases, recuentos celulares, determinación de pH sanguíneo y algunas pruebas de coagulación.

Ø  La sangre anticoagulada si no es de obtención reciente no debe ser utilizada en extensiones de sangre, pues algunos anticoagulantes producen cambios en las plaquetas que pueden causar aglutinaciones, agregación plaquetaria y dificultan la identificación de leucocitos.

Ø  Puesto que algunos de los componentes de la sangre no son estables, los recuentos de leucocitos y plaquetas e índice de sedimentación deben realizarse antes de que pasen dos horas desde que se obtuvo la muestra.

Material:

-Algodón

- Alcohol al 70 %

- Torniquete

- jeringa de 5 ml o vacutainer

- Tubos con anticoagulante EDTA

- Tubos sin anticoagulante

- Portaobjetos

Procedimiento:

1) Verificar que los elementos por utilizar estén listos, y que el paciente se sienta cómodo.

2) Aplicar el torniquete aproximadamente cuatro dedos por encima de la flexión del codo o a 10 cm del codo, sujetar con un medio nudo.



3) realizar asepxia con una torunda hecha de algodón con alcohol al 70%

4) El paciente deberá abrir y cerrar la mano durante unos segundos y después la mantendrá cerrada, esto ayudará a visualizar las venas superficiales.

NOTA: las venas más utilizadas para la venopunción estan localizadas en el área antecubital:
vena cubital: es la más larga y gruesa
vena cefalica: es un poco menos gruesa
vena basilica: es mas pequeña que las anteriores, esta cerca de la arteria braquial por lo que su puncion es mas riesgosa y dolorosa para el paciente

5) Se coloca la aguja en dirección paralela a la vena con el bisel hacia arriba, se perfora la piel haciendo avanzar la aguja 0.5-1 cm en el tejido subcutáneo, luego se perfora la vena

 6) se coloca el tubo vacutainer y se espera a que se llene de sangre

7) Retirar el torniquete e indicar al paciente que deje de hacer fuerza con el puño, colocar un algodón seco por encima de la aguja y retirar despues la aguja

8) Verter la muestra lentamente por las paredes del tubo con anticoagulante. No olvidar colocar una gota en la lámina portaobjeto para realizar el frotis.

10.-Agitar el vial en círculos sobre la mesa para homogeneizar la muestra con el anticoagulante.

Resultados:

aqui podemos observar eritrocitos en donde algunos respresentan poiquilocitosis

aqui podemos observar un neutrofilo rodeado de varios eritrocitos que tambien algunos presentan poiquilocitosis

Observaciones:

En esta practica logre observar que realizar una puncion venosa es mas complicada que la puncion capilar ya puede tener mas riesgos, pero tambien mas ventajas ya que podemos realizar diversos analisis clinicos dependiendo si necesitamos suero o plasma

Conclusión:

Es muy importante saber realizar correctamente la tecnica de venopunción ya que depende de esta realizar algunos anlisis clinicos pero para ello debemos de no hemolizarla por que podemos dar falsos resultados o tener que volver a repetir la flebtomía, tambien orinetar al paciente si deve realizarse esto en ayunas ya que algunos analisis se realizan asi, como es el de glucosa, y saber tratar bien al paciente para que este se lleve una buena impresión del laboratorio y confie para que no se ponga nervioso al momento de hacerle la punción venosa

Bibliografía:
http://www.urgenciauc.com/duoc/Punciones_Venosas.pdf consultada el 4 de marzo del 2012

www.nlm.nih.gov/medlineplus/spanish/ency/article/003423.htm  consultada el 4 de marzo del 2012





PUNCIÓN CAPILAR

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO Industrial y de Servicios No. 199

PRACTICA No. 1

“PUNCIÓN CAPILAR”

ALUMNA: MARISOL SEBASTIAN RENDON

“REALIZAR BIOMETRÍA HEMÁTICA”

4º DM LAB CLÍNICO

DR. VICENTE MARTÍNEZ FRAGOSO

objetivo:

tener el conocimeinto practico de saber realizar una puncion capilar correctamente en el laboratorio

Fundamento:

El sistema circulatorio esta conformado principalmente por vasos sanguineos que se dividen en tres tipos que son las venas, arterias y capilares y ahorita nos interesan los capilares sanguineos que son los vasos sanguineos de menor diametro, estan estructurados solo por una capa de tejido por lo que son muy delgados que se entrelazan formando redes entre las arterias y las venas.

Los tejidos capilares estan formados por una capa de celulas endoteliales que les permite ser muy permeables.

La punción capilar recoge la sangre capilar que llega de las arteriolas, vénulas y capilares, mediante una microherida, en la epidermis, practicada con una lanceta que nos permite tener una cantidad muy pequeña de sangre, esta la podemos realizar en algunas partes del cuerpo segun las caracteristicas de cada persona por ejemplo podria ser en la cara lateral del dedo medio o anular en los adultos, del lobulo de la oreja o en el dedo del pie gordo o talon en los niños

Material:

-pizeta

-algodon

-pipetas pasteur

-portaobjetos

-tubos capilares

-lancetas desechables esteriles

Reactivos:

-colorante de wright

- buffer de fosfato

Tecnica:

1) desinfectar con una torunda la area del dedo pulgar y frotar el dedo de abajo hacia arriba para acomular la sangre

2) Punzar la piel con la lanceta con un movimiento firme y rapido

3) primero se desecha la primera gota y despues se coloca una gota en un portaobjetos en la parte lateral 

4) luego se realiza el frotis para ello con otro portaobjetos se coloca por delante de la gota con un angulo de 30 a 45 grados y se empuja el portaobjetos a una velocidad constante hacia el otro extremo del otro portaobjetos donde se habia colocado la gota anteriormente

5) posteriormente se realiza la tincion de wrigth

6) por ultimo se realizan las respectivas observaciones en el microscopio

Observaciones:

En esta imagen podemos ver una abundante cantidad de eritrocitos y esta con el objetivo seco devil

ahora en esta imagen podemos ver mas claramente a los eritrocitos y se observa que algunos tienen poiqulocitosis, esta observacion esta realizada con el objetivo 100x

en el centro podemos identificar a un eutrofilo en donde se le distingue su nucleo, esta observacion esta con el objetivo 100X

Resultados:

observamos que las celulas que mas destacaron fueron los eitrocitos que se identifican por las caracteristicas de que tienen color rosa salmon con el centro mas palido, tambien identificamos un neutrofilo

CONCLUSIÓN

Esta practica es importante ya que ademas de aprenderla a realizarla, tambien logramos saber identificar algunas celulas diferenciandolas de unas a otras, asi como tambien saber en que ocasiones se debe practicar por ejemplo esta se puede hacer en los recien nacidos ya que no es posible realizar una puncion venosa, otro motivo podria ser cuando no se observan las venas, tambien por las condiciones del paciente que puede presentar quemaduras graves o por personas que tienen cancer y se les a realizado quimioterapia ademas de que tambien puede ser mas rapida y se obtiene con mas facilidad una ventaja de esta puede ser para los diabeticos para que chequen sus nivles de azucar aunque tiene sus riesgos como obtener flasos resultados debido al daño a las celulas sanguineas

Fuentes de consulta:

http://www.eccpn.aibarra.org/temario/seccion2/capitulo33/capitulo33.htm  fue consultado el dia 27 de febrero del 2012, www.nlm.nih.gov/medlineplus/spanish/ency/article/003427.htm consultado el 27 de febrero del 2012

“METODO DE CONCENTRACION-FLOTACION DE FAUST”

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLOGICO industrial y de servicios No 199

Marisol Sebastián Rendón

Laboratorista Clínico

3 “DM”

Practica: “método de concentración-flotación de faust”

Materia: desarrollar técnicas parasitológicas

Profesor: Dr. Vicente Martínez Fragoso

Fundamento:

Las técnicas de coproparasitoscópico son muy diversas, en este caso se utilizara solución de zinc, cuya densidad especifica es de 1.180 (33%), que conforma un medio de densidad más alta que la de los huevos: Necátor 1.055, Tricocéfalo 1.150, Áscaris fértil 1.110 y facilita que los huevos livianos de estos helmintos, con menor peso específico que la solución, se concentren y floten.

La concentración adecuada aconsejada es la que usa como reactivo una solución acuosa de sulfato Zn al 33% con una densidad al 1.180. El agua utilizada diluye y lava la materia fecal. El filtrado con gasa doblada y evita que los detritos gruesos traspasen las paredes, la centrifugación enriquece en delgada película la superficie del líquido centrifugado con los huevos livianos de algunos helmintos.

Material:

-Portaobjetos                                               -Sol. Acuosa de sulfato de Zn.

-Cubreobjetos

-Gasas

-Tubos de ensayo

Técnica:

Técnica:

1.Con ayuda de un abatelenguas tomar una porción de materia fecal para preparar una concentración en 10 partes de agua destilada.

2.-Con ayuda de la gasa  se filtrara el liquido para pasarlo al tubo de ensaye.

3.-Colocar el tubo y centrifugar  a 2500 rpm por 1 min.

4.-Decantar el líquido sobrenadante y completar con agua hasta igualar la medida anterior, centrifugar nuevamente. Resuspender el sedimento

5.- Repetir el procedimiento 2 veces hasta que el líquido sobrenadante este listo.

6.-Decantar nuevamente el líquido sobrenadante reemplazándolo por igual cantidad de solución de sulfato de Zn al 33%. Mezclar bien la solución con el sedimento. Centrifugar durante 1 min. a 1500 rpm.

7.-Tomar de 3-4 gotas del liquido que se encuentra en la superficie. Colocarlos en un portaobjetos y mezclarla con 1-2 gotas de lugol, colocar un cubreobjetos

8.-observar  al microscopio y tomar anotaciones e imágenes de lo observado.

OBSERVACIONES:

se observan fibras musculares no digeridas y cristales de acidos grasos

aqui se puede observar residuos de grasa

Conclusión

Esta técnica permite la separación de quistes de protozoos y huevos de ciertos helmintos del exceso de residuos mediante el uso de soluciones con elevada gravedad específica. Los elementos parasitarios son recuperados de la capa superficial y los residuos se mantienen en el fondo del tubo. Con esta técnica los preparados son más limpios que los obtenidos por sedimentación

Fuentes de información:

 Brown, H. W. Parasitología Clínica. Edit. Interamericana. México, 1985. Pp. 338-339

 http://html.rincondelvago.com/parasitologia_5.html

 

coproparasitoscópico metodo de fortis directo

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLOGICO industrial y de servicios No 199

Marisol Sebastián Rendón

Laboratorista Clínico

3 “DM”

Practica: coproparasitoscópico directo

Materia: desarrollar técnicas parasitológicas

Profesor: Dr. Vicente Martínez Fragoso 

MÉTODO DIRECTO: FROTIS

v  FUNDAMENTO:

Este es uno de los métodos mas rapidos en comparación con los demás coproparasitoscopicos, sirve para evidenciar la presencia de un determinado parásito, y se trata de un método cualitativo que no permite conocer el número de formas larvarias que hay por cada gramo de heces y por lo tanto la carga parasitaria.ademas por su sencilles es posible determinar falsos positivos y por ello es necesario repetir el procedimiento dos o mas veces.

v  FROTIS FRESCO:

Permite observar la motilidad de los microorganismos. Amiba y otros flagelos. Detecta quiste y huevos de helmintos. Precisa una concentración.

MUESTRA BIOLOGICA:

Heces fecales frescas

MATERIAL                                                                            SUSTANCIAS

·         Portaobjetos                                                                 Sol. Fisiológica al 0.9%

·         Cubreobjetos                                                                Sol. de Yodo

·         Pipetas Pauster

·         Vaso de precipitado

·         Microscopio

PROCEDIMIENTO

v  En un portaobjetos se coloca una pequeña porción de materia fecal, con la ayuda de  un aplicador

v  Se coloca una gota de Sol. Fisiológica en un portaobjetos

Se le pone el cubreobjetos

Se ve en el microscopio

Después se hace el mismo procedimiento pero ahora se tiñe con el de Yodo.

Nota: Es importante que los frotis no sean densos, sino trasparentes, y que se haga la observación con diferentes muestras, tras la observación de trofozoitos se utiliza la tinción de yodo que tiñe los quistes y destaca sus detalles y la observación se hace con seco débil y con poca luz pero si se encuentran estructuras sospechosas se observa con el objetivo seco fuerte

Técnicas macroscópicas coproparasitoscopicas de tamizado

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLOGICO industrial y de servicios No 199

Marisol Sebastián Rendón

Laboratorista Clínico

3 “DM”

Practica: Técnicas macroscópicas

coproparasitoscopicas de tamizado

Materia: desarrollar técnicas parasitológicas

Profesor: Dr. Vicente Martínez Fragoso 

Introducción:

Esta  técnica de tamizado nos va a Permitir observar directamente las características morfológicas de los parásitos adultos, enteros o fraccionados como son los helmintos: Taenia  solium  y T. saginata  que son un parásito importante para el  hombre en aquellos lugares donde se consume frecuentemente  la carne de cerdo y de res cruda o no muy bien cocida, ya que la carne de estos animales puede contener las fases larvarias de las tenias mencionadas, las cuales se denominan metacéstodos o cisticercos

Adulto

(deT. solium.) Mide de 2 a 7 metros de longitud y posee escólex o cabeza cuadrangular de aproximadamente 1 mm de diámetro, con cuatro ventosas musculares grandes en forma de copa que miden 0.5 mm de diámetro y rostelo prominente, redondeado y armado con una doble corona de ganchos en número de 22 a 32. Luego sigue el cuello y la cadena estrobilar compuesta por unos 1,000 a 2,000 segmentos o proglótidos.

Cisticerco: Existen dos tipos fundamentales el de T. solium, también denominado Cysticercus cellulosae, el cual es una vesícula blanquecina de 0.5 a 1.5 cm de ancho, con escólex invaginado y armado con doble corona de ganchos, al igual que el adulto, y el de T. saginata, denominado Cysticercus  bovis, más o menos con las mismas características que el anterior, pero sin corona de ganchos en el escólex.

Huevos: Los huevos que producen los adultos de ambas especies de

Taenia son semejantes e indistinguibles al examen microscópico. Son esféricos, miden de 30 a 45 micras de diámetro y poseen una cápsula gruesa radiada y una membrana hialina de origen embrionario. En su interior, se encuentra el embrión (oncosfera o embrión hexacanto) que generalmente posee tres pares de ganchos

También se pueden encontrar Tricocefalosis en su estadio adulto los cuales se verán como pequeñas hebras de hilo o pequeñas porciones de cabello, Uncinariosis en su fase adulto, lo que resulta valioso para la identificación degenero de uncinaria que parasita a nuestro paciente, Enterobiasis con lo que se establecería el nematodo causante de la patología

Fundamento:

Se fundamenta en el fenómeno de la filtración, utilizando tamices de diferentes diámetros en donde quedan atrapados los parásitos (trematodos, cestodos, nematodos etc.,)  

Objetivo: realizar la técnica de tamizado con el fin de identificar helmintos o fragmentos de ellos en la materia fecal para eso ya tenemos algunos conocimientos de sus características morfológicas   

Material:

-Abatelenguas

- pinza de plástico

- Caja petri

- Tamiz

Procedimiento:

1)    Con un abateleguas se toma una pequeña porción de la materia fecal



2)    Dispersar la muestra con el abatelenguas con agua hasta lograr un tamizado lo mas limpio posible

3)  Después revisar cuidadosamente las partículas de las heces

4)    Luego colocar los residuos en una caja petri con solución salina

5) Posteriormente observar los residuos y reportar que fue lo que se encontró,  

si se encontraron fragmentos de parásitos observarlos al microscópico o también ver otros residuos, se coloca una gota de solución salina en un portaobjetos y con la ayuda de las pinzas se extrae de la caja petri lo que deseamos observar colocándolo en el portaobjetos

Resultados macroscópicos

No se pudieron observar los parásitos como los helmintos pero se pudo apreciar residuos vegetales como fibras de comida, principalmente de chile y jitomate también observamos comida de plástico no digerida

Nota: Aunque no encontramos fragmentos de parásitos, observamos al microscopio algunos residuos sospechosos y los resultados están a continuación   

Resultados microscópicos

Aquí podemos apreciar los residuos vegetales y el plástico que no digirió bien

Aquí se puede observar posibles proglotidos segmentados

Conclusión:

Esta práctica que realizamos fue muy diferente a las otras que ya habíamos hecho anteriormente ya que esta técnica nos permite ver los resultados de dos maneras macroscópicamente en donde podemos ver fragmentos de parásitos, los residuos vegetales que no digirió bien el paciente  y microscópicamente para verificar los resultados obtenidos y checar su morfología mas a profundo por lo tanto la técnica de matizado nos es muy útil para dar un diagnostico con mas certeza o para evaluar el efecto de la terapéutica empleada ya que nos permite rescatar los paracitos adultos o proporciones de ellos en la materia fecal

Fuentes consultadas:

http://es.scribd.com/doc/5275620/MANUAL-DE-LABORATORIO-DE-PARASITOLOGIA

http://bvs.minsa.gob.pe/local/INS/165_NT37.pdf